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マウスにおける代謝研究のほとんどは室温で実施されるが、このような条件下ではヒトとは異なり、マウスは体温を維持するために多くのエネルギーを消費する。ここでは、チャウチャウまたは 45% 高脂肪食をそれぞれ摂取した C57BL/6J マウスの正常体重および食事誘発性肥満 (DIO) について説明する。マウスは間接熱量測定システム内で 22、25、27.5、30 °C に 33 日間置かれた。エネルギー消費は 30 °C から 22 °C まで直線的に増加し、両方のマウス モデルで 22 °C では約 30 % 高くなることが示された。正常体重のマウスでは、食物摂取は EE に対抗した。逆に、DIO マウスは EE が減少しても食物摂取を減らしなかった。そのため、研究終了時には、30 °C のマウスは 22 °C のマウスよりも体重、脂肪量、血漿グリセロールおよびトリグリセリドが高かった。 DIO マウスの不均衡は、快楽に基づくダイエットの増加が原因である可能性があります。
マウスは、人間の生理機能や病態生理学の研究に最も一般的に使用される動物モデルであり、創薬と開発の初期段階でデフォルトで使用される動物であることがよくあります。しかし、マウスはいくつかの重要な生理学的方法で人間と異なり、相対成長スケーリングをある程度人間に当てはめることはできますが、マウスと人間の大きな違いは体温調節とエネルギー恒常性にあります。これは根本的な矛盾を示しています。成体マウスの平均体重は、成体よりも少なくとも1000倍少なく（50 g対50 kg）、表面積と質量の比は、Meeによって説明された非線形幾何学的変換により約400倍異なります。式2。その結果、マウスは体積に比べて大幅に多くの熱を失うため、温度に敏感で、低体温になりやすく、平均基礎代謝率は人間の10倍高くなります。標準的な室温（約22℃）では、マウスは体幹温度を維持するために総エネルギー消費量（EE）を約30%増加させる必要があります。低温では、15℃と7℃ではEEが22℃のEEと比較してさらに約50%と100%増加します。このように、標準的な飼育環境では寒冷ストレス反応が誘発され、現代社会に暮らす人間はほとんどの時間を温熱中性環境で過ごすため（体積に対する表面積の比率が低いため温度に対する感受性が低く、周囲に温熱中性帯（TNZ）が形成されるため）、マウスの研究結果を人間に応用することが難しくなる可能性があります。基礎代謝量を上回る EE は約 19 ～ 30°C の範囲ですが6、マウスではより高く狭い範囲で 2 ～ 4°C しかありません7,8。実際、この重要な側面は近年かなりの注目を集めており4, 7,8,9,10,11,12、殻の温度を上げることで「種の違い」の一部を軽減できることが示唆されています9。ただし、マウスで温熱中性を構成する温度範囲についてはコンセンサスがありません。したがって、シングルニーマウスの熱中性範囲の下限臨界温度が 25°C に近いのか、それとも 30°C に近いのか4, 7, 8, 10, 12 については議論が続いています。EE やその他の代謝パラメータは数時間から数日に限定されているため、異なる温度への長時間曝露が体重などの代謝パラメータにどの程度影響するかは不明です。消費、基質利用、耐糖能、血漿脂質およびグルコース濃度、食欲調節ホルモンなどにも影響します。さらに、食事がこれらのパラメータにどの程度影響するかを突き止めるには、さらなる研究が必要です (高脂肪食を与えている DIO マウスは、快楽に基づく (快楽的な) 食事を好む可能性があります)。このトピックに関する詳細情報を提供するために、正常体重の成体雄マウスと 45% 高脂肪食を与えている食事誘発性肥満 (DIO) 雄マウスで飼育温度が前述の代謝パラメータに与える影響を調べました。マウスは少なくとも3週間、22、25、27.5、または30°Cで飼育されました。標準的な動物飼育環境では室温以下になることはめったにないため、22°C未満の温度は研究されていません。正常体重および単環式DIOマウスは、飼育環境の温度変化に対してEEの点で同様に反応し、飼育環境の状態（シェルター/巣材の有無）には関係ないことが分かりました。しかし、正常体重マウスはEEに応じて摂食量を調整したのに対し、DIOマウスの摂食量はEEとはほとんど関係がなく、その結果マウスの体重が増加しました。体重データによると、血漿中の脂質およびケトン体濃度から、30°CのDIOマウスは22°Cのマウスよりもエネルギー収支がプラスであることが示されました。正常体重マウスとDIOマウスのエネルギー摂取量とEEのバランスに差が生じる根本的な理由はさらなる研究が必要ですが、DIOマウスの病態生理学的変化や肥満食による快楽に基づくダイエットの影響に関連している可能性があります。
EEは30℃から22℃まで直線的に増加し、22℃では30℃と比較して約30%増加しました（図1a、b）。呼吸交換率（RER）は温度に依存しませんでした（図1c、d）。食物摂取量はEEの動態と一致し、温度低下とともに増加しました（22℃では30℃と比較して約30%増加しました（図1e、f）。水分摂取量、活動量、および活動レベルは温度に依存しませんでした（図1g）。
雄マウス（C57BL/6J、20週齢、個別飼育、n=7）を、研究開始前の1週間、22℃の代謝ケージで飼育した。背景データ収集から2日後、温度は1日6時（明期開始）に2℃ずつ上昇した。データは平均値±標準誤差として示し、暗期（18:00～6:00）は灰色のボックスで示している。a エネルギー消費量（kcal/時）、b 様々な温度での総エネルギー消費量（kcal/24時間）、c 呼吸交換速度（VCO2/VO2：0.7～1.0）、d 明期および暗期（VCO2/VO2）の平均RER（ゼロ値は0.7と定義）。 e 累積食物摂取量（g）、f 24時間総食物摂取量、g 24時間総水分摂取量（ml）、h 24時間総水分摂取量、i 累積活動レベル（m）、j 総活動レベル（m/24h）。マウスは48時間、表示の温度で飼育されました。24、26、28、30°Cのデータは、各サイクルの最後の24時間のデータです。マウスには試験期間中ずっと餌を与え続けました。統計的有意性は、一元配置分散分析の繰り返し測定とそれに続くTukeyの多重比較検定によって検定されました。アスタリスクは初期値22°Cでの有意性を示し、網掛けは示されているように他のグループ間の有意性を示します。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001。 *P <0.05、**P <0.01、**P <0.001、****P <0.0001。 *P<0.05、**P<0.01、**P<0.001、****P<0.0001。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001。 *P <0.05、**P <0.01、**P <0.001、****P <0.0001。 *P<0.05、**P<0.01、**P<0.001、****P<0.0001。実験期間全体（0～192時間）の平均値を計算しました。n = 7。
正常体重マウスの場合と同様に、EEは温度の低下に伴って直線的に増加し、このマウスでも22℃では30℃と比較してEEが約30%高くなりました（図2a、b）。RERは異なる温度で変化しませんでした（図2c、d）。正常体重マウスとは対照的に、摂食量とEEは室温の関数として一致しませんでした。摂食量、飲水量、および活動レベルは温度とは無関係でした（図2e～j）。
雄（C57BL/6J、20週齢）DIOマウスを、試験開始前の1週間、22℃の代謝ケージに個別に収容した。マウスは45%のHFDを自由に摂取できる。2日間の順応後、ベースラインデータを収集した。その後、温度は1日おきに午前6時（明期開始）に2℃ずつ上昇した。データは平均±標準誤差として示し、暗期（18:00～午前6:00）は灰色のボックスで示している。a エネルギー消費量（kcal/時）、b 様々な温度での総エネルギー消費量（kcal/24時間）、c 呼吸交換速度（VCO2/VO2：0.7～1.0）、d 明期および暗期（VCO2/VO2）の平均RER（ゼロ値は0.7と定義）。 e 累積食物摂取量（g）、f 24時間総食物摂取量、g 24時間総水分摂取量（ml）、h 24時間総水分摂取量、i 累積活動レベル（m）、j 総活動レベル（m/24h）。マウスは48時間、示された温度で飼育されました。24、26、28、30°Cで示されたデータは、各サイクルの最後の24時間を指します。マウスは研究終了まで45% HFDで飼育されました。統計的有意性は、一元配置分散分析の繰り返し測定と、それに続くTukeyの多重比較検定によって検定されました。アスタリスクは初期値22°Cでの有意性を示し、網掛けは示されているように他のグループ間の有意性を示します。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。 *Р<0,05、***Р<0,001、****Р<0,0001。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。 *P < 0.05、***P < 0.001、****P < 0.0001。 *P < 0.05、***P < 0.001、****P < 0.0001。 *Р<0,05、***Р<0,001、****Р<0,0001。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。実験期間全体（0～192時間）の平均値を計算しました。n = 7。
別の一連の実験では、周囲温度が同じパラメータに及ぼす影響を調べましたが、今回は一定温度に一定に保たれたマウス群間を対象としました。体重、脂肪、正常体重の平均値と標準偏差の統計的変化を最小化するため、マウスを4群に分けました（図3a～c）。7日間の順応後、4.5日間のEEを記録しました。EEは日中と夜間の両方で周囲温度の影響を大きく受け（図3d）、温度が27.5℃から22℃に低下するにつれて直線的に増加します（図3e）。他の群と比較して、25℃群のRERは若干低下し、残りの群間に差はありませんでした（図3f、g）。EEパターンaに平行する食物摂取量は、30℃と比較して22℃で約30%増加しました（図3h、i）。飲水量と活動レベルには群間有意差はありませんでした（図3j、k）。最大33日間にわたる異なる温度への曝露では、体重、除脂肪量、脂肪量に群間差は見られませんでした（図3n-s）が、除脂肪体重は自己申告スコアと比較して約15%減少しました（図3n-s）。また、脂肪量は2倍以上増加しました（約1gから2～3g、図3c、t、c）。残念ながら、30℃のキャビネットには校正誤差があり、正確なEEおよびRERデータを提供することはできません。
- 8日後（SABLEシステムへ移す1日前）の体重（a）、除脂肪量（b）、および脂肪量（c）。 d エネルギー消費量（kcal/時間）。 e さまざまな温度での平均エネルギー消費量（0～108時間）（kcal/24時間）。 f 呼吸交換比（RER）（VCO2/VO2）。 g 平均RER（VCO2/VO2）。 h 総食物摂取量（g）。 i 平均食物摂取量（g/24時間）。 j 総水分摂取量（ml）。 k 平均水分摂取量（ml/24時間）。 l 累積活動レベル（m）。 m 平均活動レベル（m/24時間）。 n 18日目の体重、 o 体重の変化（-8日目から18日目まで）、 p 18日目の除脂肪量、 q 除脂肪量の変化（-8日目から18日目まで）、 r 18日目の脂肪量、および脂肪量の変化（-8日目から18日目まで）。反復測定の統計的有意性は、Oneway-ANOVA と Tukey の多重比較検定によってテストされました。 *P<0.05、**P<0.01、***P<0.001、****P<0.0001。 *P<0.05、**P<0.01、***P<0.001、****P<0.0001。 *P <0.05、**P <0.01、***P <0.001、****P <0.0001。 *P<0.05、**P<0.01、***P<0.001、****P<0.0001。 *P < 0.05、**P < 0.01、***P < 0.001、****P < 0.0001。 *P < 0.05、**P < 0.01、***P < 0.001、****P < 0.0001。 *P <0.05、**P <0.01、***P <0.001、****P <0.0001。 *P<0.05、**P<0.01、***P<0.001、****P<0.0001。データは平均値＋平均値の標準誤差として示され、暗期（18:00～6:00）は灰色のボックスで示されています。ヒストグラム上の点は個々のマウスを表しています。平均値は実験期間全体（0～108時間）にわたって算出されました。n = 7。
マウスはベースラインで体重、除脂肪量、および脂肪量が一致しており（図4a〜c）、標準体重のマウスの研究と同様に22、25、27.5、および30°Cで飼育されました。 マウスのグループを比較すると、EEと温度の関係は、同じマウスで時間の経過とともに温度と同様の直線関係を示しました。つまり、22°Cで飼育されたマウスは、30°Cで飼育されたマウスよりも約30％多くのエネルギーを消費しました（図4d、e）。動物での効果を研究する場合、温度は必ずしもRERに影響するわけではありませんでした（図4f、g）。食物摂取量、飲水量、および活動は温度による大きな影響を受けませんでした（図4h〜m）。33日間飼育した後、30°Cのマウスは22°Cのマウスよりも体重が有意に高くなりました（図4n）。それぞれのベースラインポイントと比較して、30°Cで飼育されたマウスは、22°Cで飼育されたマウスよりも有意に高い体重を示しました（平均値±平均値の標準誤差：図4o）。相対的に高い体重増加は、除脂肪体重の増加（図4r、s）ではなく、脂肪量の増加（図4p、q）によるものでした。30°Cでのより低いEE値と一致して、BATの機能/活性を高めるいくつかのBAT遺伝子の発現は、22°Cと比較して30°Cで減少しました：Adra1a、Adrb3、およびPrdm16。BATの機能/活性を高める他の重要な遺伝子は影響を受けませんでした：Sema3a（神経突起成長調節）、Tfam（ミトコンドリア生合成）、Adrb1、Adra2a、Pck1（糖新生）、およびCpt1a。驚くべきことに、熱産生活性の増加に関連するUcp1とVegf-aは、30℃群では減少しませんでした。実際、3匹のマウスではUcp1レベルが22℃群よりも高く、Vegf-aとAdrb2は有意に増加していました。22℃群と比較して、25℃および27.5℃で飼育されたマウスでは変化は見られませんでした（補足図1）。
- 9日後（SABLEシステムへ移す1日前）の体重（a）、除脂肪量（b）、および脂肪量（c）。 d エネルギー消費量（EE、kcal/時）。 e さまざまな温度での平均エネルギー消費量（0～96時間）（kcal/24時間）。 f 呼吸交換比（RER、VCO2/VO2）。 g 平均RER（VCO2/VO2）。 h 総食物摂取量（g）。 i 平均食物摂取量（g/24時間）。 j 総水分摂取量（ml）。 k 平均水分摂取量（ml/24時間）。 l 累積活動レベル（m）。 m 平均活動レベル（m/24時間）。 n 23日目の体重（g）、 o 体重の変化、 p 除脂肪量、 q 9日目と比較した23日目の除脂肪量（g）の変化、 23日目の脂肪量（g）の変化、 8日目と比較した脂肪量（g）、反復測定の統計的有意性は、Oneway-ANOVA と Tukey の多重比較検定によってテストされました。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。 *Р<0,05、***Р<0,001、****Р<0,0001。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。 *P < 0.05、***P < 0.001、****P < 0.0001。 *P < 0.05、***P < 0.001、****P < 0.0001。 *Р<0,05、***Р<0,001、****Р<0,0001。 *P<0.05、***P<0.001、****P<0.0001。データは平均値＋平均値の標準誤差として示され、暗期（18:00～6:00）は灰色のボックスで示されています。ヒストグラム上の点は個々のマウスを表しています。平均値は実験期間全体（0～96時間）にわたって算出されました。n = 7。
ヒトと同様、マウスは環境への熱損失を減らすために微小環境を作り出すことがよくあります。EEに対するこの環境の重要性を定量化するために、皮革ガードと巣材の有無にかかわらず、22、25、27.5、30°CでEEを評価しました。22°Cでは、標準スキンを追加するとEEが約4％減少します。その後、巣材を追加するとEEが3～4％減少しました（図5a、b）。ハウスまたはスキン+床敷を追加しても、RER、食物摂取量、飲水量、または活動レベルに有意な変化は観察されませんでした（図5i～5p）。スキンと巣材の追加も、25°Cと30°CでEEを有意に減少させましたが、反応は定量的に小さかったです。27.5°Cでは差は観察されませんでした。注目すべきことに、これらの実験では、EEは温度上昇とともに減少し、この場合は22℃と比較して30℃でのEEより約57%低下しました（図5c～h）。同様の分析を明期のみで行いました。明期ではEEが基礎代謝率に近かったため、この実験ではマウスが主に皮膚上で休息していたため、異なる温度で同等の効果量が得られました（補足図2a～h）。
シェルターと巣材のあるマウス（濃い青）、巣材のない家（水色）、家と巣材のあるマウス（オレンジ）のデータ。部屋 a、c、e、g の 22、25、27.5、30 °C でのエネルギー消費量（EE、kcal/h）。b、d、f、h は EE（kcal/h）の平均。ip 22 °C で飼育されたマウスのデータ: i 呼吸数（RER、VCO2/VO2）、j 平均 RER（VCO2/VO2）、k 累積食物摂取量（g）、l 平均食物摂取量（g/24 時間）、m 総水分摂取量（mL）、n 平均水分摂取量 AUC（mL/24 時間）、o 総活動量（m）、p 平均活動レベル（m/24 時間）。データは平均 + 平均標準誤差として示され、暗期（18:00～6:00反復測定の統計的有意性は、Oneway-ANOVA と Tukey の多重比較検定によってテストされました。 *P<0.05、**P<0.01。 *P<0.05、**P<0.01。 *Р<0.05、**Р<0.01。 *P<0.05、**P<0.01。 *P<0.05、**P<0.01。 *P<0.05、**P<0.01。 *Р<0.05、**Р<0.01。 *P<0.05、**P<0.01。実験期間全体（0～72時間）の平均値を計算しました。n = 7。
標準体重のマウス（2～3時間絶食）では、異なる温度で飼育しても、TG、3-HB、コレステロール、ALT、ASTの血漿濃度には有意差は認められませんでしたが、HDL濃度には温度の関数として有意差が認められました（図6a～e）。レプチン、インスリン、Cペプチド、グルカゴンの絶食時血漿濃度にも群間差は認められませんでした（図6g～j）。耐糖能試験実施日（異なる温度で31日間飼育後）のベースライン血糖値（5～6時間絶食）は約6.5 mMで、群間差は認められませんでした。 経口ブドウ糖の投与により、すべてのグループで血糖濃度が有意に上昇しましたが、30°Cで飼育されたマウスのグループでは、ピーク濃度と曲線下増分面積（iAUC）（15〜120分）の両方が、22、25、27.5°Cで飼育されたマウス（相互に差なし）と比較して低かったです（各時点：P < 0.05〜P < 0.0001、図6k、l）。 経口ブドウ糖の投与により、すべてのグループで血糖濃度が有意に上昇しましたが、30°Cで飼育されたマウスのグループでは、最高濃度と曲線下増分面積（iAUC）（15～120分）の両方が、22、25、27.5°Cで飼育されたマウス（相互に差なし）と比較して低かったです（各時点：P < 0.05～P < 0.0001、図6k、l）。 Пероральное введение глюкозы значительно повыbolо концентрацию глюкозы в крови во всех группах, но как пиковая концентрация, так и площадь приращения под кривыми (iAUC) (15–120 мин) были ниже в группе мызей,最高気温 30 °C (отдельные временные точки: P < 0,05–P < 0,0001, рис. 6k, l) по сравнению с мызами, содержащимися при 22, 25 и 27,5 ° C (которые не различались между собой)。 ブドウ糖の経口投与により、すべてのグループで血糖濃度が有意に上昇しましたが、最高濃度と曲線下面積（iAUC）（15～120分）は、30°Cのマウスグループでは、22、25、27.5°C（互いに差なし）で飼育されたマウスと比較して低かったです（別の時点で：P < 0.05～P < 0.0001、図6k、l）。経口投与されたグルコースの投与により、すべてのグループの血中濃度が増加しましたが、30 °C のマウスグループでは、ピーク値と曲線の下増加面増加 (iAUC) (15 ～ 120 分) はいずれも低かった（各時間点：P < 0.05 – P < 0.0001、図 6k、l）22、25、および 27.5 ℃のマウス（その間に差はありません）との比較。経口投与されたグルコースの薬は、すべてのグループの血中濃度を示しましたが、30 °C のマウスグループでは、濃度および曲線は下方追加面积面积 (IAUC) (15 ～ 120 分) で均一でした。それぞれの点の低い点：P < 0.05 – P < 0.0001、図6k、l）22、25、および27.5℃のマウス（相互間に差なし）との比較。ブドウ糖の経口投与により、すべてのグループで血糖濃度が有意に上昇しましたが、30°Cで飼育したマウスグループでは、最高濃度と曲線下面積（iAUC）（15～120分）の両方が低かったです（すべての時点で）。: P < 0,05–P < 0,0001、рис。 ：P < 0.05～P < 0.0001、図6l、l)を22、25、27.5°Cで飼育したマウスと比較した（相互に差なし）。
成体雄DIO(al)マウスに33日間、表示温度で給餌した後の血漿中のTG、3-HB、コレステロール、HDL、ALT、AST、FFA、グリセロール、レプチン、インスリン、Cペプチド、グルカゴン濃度を示す。採血の2～3時間前にマウスへの給餌は行わなかった。例外として、試験終了の2日前に5～6時間絶食させ、適切な温度で31日間飼育したマウスに経口ブドウ糖負荷試験を実施した。マウスには体重1kgあたり2gのブドウ糖を投与した。曲線下面積（L）は増分データ（iAUC）として表される。データは平均±SEMで示される。点は個々のサンプルを表す。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001、n = 7。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001、n = 7。 *P <0.05、**P <0.01、**P <0.001、****P <0.0001、n = 7。 *P<0.05、**P<0.01、**P<0.001、****P<0.0001、n=7。 *P < 0.05，**P < 0.01，**P < 0.001，****P < 0.0001，n = 7。 *P < 0.05，**P < 0.01，**P < 0.001，****P < 0.0001，n = 7。 *P <0.05、**P <0.01、**P <0.001、****P <0.0001、n = 7。 *P<0.05、**P<0.01、**P<0.001、****P<0.0001、n=7。
DIO マウス（2～3 時間絶食）では、血漿コレステロール、HDL、ALT、AST、FFA 濃度にグループ間差は認められませんでした。TG とグリセロールはいずれも、30°C グループでは 22°C グループと比較して有意に上昇しました（図 7a～h）。対照的に、3-GB は 30°C では 22°C と比較して約 25% 低下しました（図 7b）。したがって、22°C で飼育されたマウスは、体重増加からもわかるように全体的にエネルギー収支がプラスでしたが、TG、グリセロール、3-HB の血漿濃度の差から、サンプリング時の 22°C のマウスの方が 22°C のマウスよりもエネルギー収支がマイナスだったことが示唆されます。30 °C で飼育されたマウスは、比較的エネルギー的にマイナスの状態でした。これに一致して、肝臓中の抽出可能なグリセロールとTGの濃度は30℃群で高かったが、グリコーゲンとコレステロールの濃度は高かった（補足図3a-d）。脂肪分解における温度依存性の差（血漿TGとグリセロールで測定）が精巣上体または鼠径部の脂肪における内部変化の結果であるかどうかを調べるために、研究終了時にこれらの脂肪貯蔵庫から脂肪組織を抽出し、ex vivoでの遊離脂肪酸とグリセロールの放出を定量した。すべての実験群において、精巣上体と鼠径部の脂肪貯蔵庫から採取した脂肪組織サンプルは、イソプロテレノール刺激に対する反応として、グリセロールとFFA産生が少なくとも2倍増加したことを示した（補足図4a-d）。しかし、基礎的またはイソプロテレノール刺激による脂肪分解に対する殻温の影響は見られなかった。体重および脂肪量の増加と一致して、血漿レプチン濃度は、22°C群よりも30°C群で有意に高かった（図7i）。対照的に、インスリンおよびCペプチドの血漿レベルは温度グループ間で差がなかった（図7k、k）が、血漿グルカゴンは温度に依存したが、この場合、反対のグループの22°Cは30°Cのほぼ2倍であった。FROM。グループC（図7l）。FGF21は異なる温度グループ間で差がなかった（図7m）。OGTT当日、ベースライン血糖は約10 mMで、異なる温度で飼育されたマウス間で差はなかった（図7n）。グルコースの経口投与は血糖値を上昇させ、投与後15分ですべてのグループで約18 mMの濃度でピークに達した。 iAUC（15～120分）および投与後各時点（15、30、60、90、120分）の濃度に有意差は認められなかった（図7n、o）。
成体雄DIO（ao）マウスに33日間給餌した後の血漿中のTG、3-HB、コレステロール、HDL、ALT、AST、FFA、グリセロール、レプチン、インスリン、Cペプチド、グルカゴン、およびFGF21濃度を示した。指定された温度。マウスは採血の2～3時間前に給餌されなかった。経口ブドウ糖負荷試験は例外で、試験終了の2日前に体重1kgあたり2gの用量で、5～6時間絶食させ、適切な温度で31日間飼育したマウスに実施された。曲線下面積データ（o）は増分データ（iAUC）として示されている。データは平均±SEMとして示されている。点は個々のサンプルを表す。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001、n = 7。 *P < 0.05、**P < 0.01、**P < 0.001、****P < 0.0001、n = 7。 *P <0.05、**P <0.01、**P <0.001、****P <0.0001、n = 7。 *P<0.05、**P<0.01、**P<0.001、****P<0.0001、n=7。 *P < 0.05，**P < 0.01，**P < 0.001，****P < 0.0001，n = 7。 *P < 0.05，**P < 0.01，**P < 0.001，****P < 0.0001，n = 7。 *P <0.05、**P <0.01、**P <0.001、****P <0.0001、n = 7。 *P<0.05、**P<0.01、**P<0.001、****P<0.0001、n=7。
げっ歯類データのヒトへの移植可能性は複雑な問題であり、生理学および薬理学研究における観察結果の重要性を解釈する上で中心的な役割を果たしています。経済的な理由と研究の促進のため、マウスはしばしば体温中性域よりも低い室温で飼育されます。その結果、代謝率を上昇させ、潜在的に移植可能性を阻害する様々な代償生理学的システムが活性化されます9。したがって、マウスを寒冷に曝露すると、食事誘発性肥満に対する抵抗性が向上し、ストレプトゾトシン投与ラットではインスリン非依存性グルコース輸送の増加により高血糖が予防される可能性があります。しかし、様々な関連温度（室温から体温中性域まで）への長期曝露が、正常体重マウス（給餌）とDIOマウス（HFD）の異なるエネルギー恒常性および代謝パラメータにどの程度影響するか、またEEの増加と摂食量の増加をどの程度両立させることができたかは明らかではありません。本稿で紹介する研究は、このテーマにいくらかの解明をもたらすことを目的としています。
正常体重の成体マウスおよび雄の DIO マウスでは、EE は 22 ～ 30°C の室温と反比例関係にあることが示されています。したがって、22°C での EE は、両方のマウス モデルで 30°C の場合よりも約 30% 高かったです。ただし、正常体重マウスと DIO マウスの重要な違いは、正常体重マウスはそれに応じて食物摂取量を調整することで低温で EE と一致したのに対し、DIO マウスの食物摂取量はさまざまなレベルで変化したことです。研究対象とした温度は同様でした。1 ヶ月後、30°C で飼育された DIO マウスは 22°C で飼育されたマウスよりも体重と脂肪量が増加しましたが、通常の人間は同じ温度で同じ期間飼育されても発熱にはつながりませんでした。体重の依存性差。体重マウス。熱中性付近の温度または室温と比較して、室温での成長では、高脂肪食を与えられた DIO マウスまたは正常体重マウスの体重増加は比較的少なくなりますが、正常体重マウスの食事では体重増加は比較的少なくなります。他の研究17,18,19,20,21 によって裏付けられているが、すべての研究で裏付けられているわけではない22,23。
熱損失を減らすための微小環境を作り出す能力は、熱的中立性を左にシフトさせると仮定されています8, 12。私たちの研究では、巣材の追加と隠蔽の両方がEEを減少させましたが、28°Cまで熱的中立性にはつながりませんでした。したがって、私たちのデータは、環境エンリッチメントされた住居の有無にかかわらず、片膝の成体マウスにおける熱的中立性の最低点が、示されているように26〜28°Cであるべきであることを支持するものではありませんが、熱的中立性を示す他の研究を支持しています。低点マウスで30°Cの温度7, 10, 24。問題を複雑にしているのは、マウスの熱的中立点は、活動と食事誘発性熱産生の結果としてカロリー産生が低下するため、安静（軽い）相ではより低くなるため、日中は静止していないことがわかっていることです。したがって、明相では熱中性度の下限値は約 29°С となり、暗相では約 33°С25 となります。
最終的に、周囲温度と総エネルギー消費量との関係は、熱放散によって決まります。この文脈では、表面積と体積の比率は、熱感受性の重要な決定要因であり、熱放散（表面積）と熱発生（体積）の両方に影響します。表面積に加えて、熱伝達は断熱（熱伝達率）によっても決まります。ヒトでは、脂肪量が体殻の周囲に断熱バリアを作成することで熱損失を減らすことができ、脂肪量はマウスの断熱にも重要であり、熱中性点を下げ、熱中性点（曲線の傾き）以下の温度感受性を下げることが示唆されています。 EEと比較した周囲温度）12。体組成データはエネルギー消費データが収集される9日前に収集され、脂肪量は研究を通して安定していなかったため、私たちの研究は、この推定上の関係を直接評価するようには設計されていませんでした。しかし、正常体重および DIO マウスは、脂肪量が少なくとも 5 倍異なるにもかかわらず、30°C での EE が 22°C の場合より 30% 低いため、私たちのデータは、肥満が基本的な断熱効果をもたらすはずであることを支持しません。 少なくとも調査した温度範囲ではそうではありません。これは、この点をよりよく調査するように設計された他の研究と一致しています4,24。これらの研究では、肥満の断熱効果は小さかったが、毛皮が全断熱の 30～50% を提供することがわかりました4,24。しかし、死亡したマウスでは、熱伝導率が死後すぐに約 450% 増加したことから、毛皮の断熱効果は、血管収縮などの生理学的メカニズムが機能するために必要であることが示唆されます。マウスとヒトの毛皮の種差に加えて、マウスにおける肥満の断熱効果の低さは、以下の考慮事項によっても影響される可能性があります。 ヒトの脂肪量の断熱要因は、主に皮下脂肪量 (厚さ) によって左右されます26,27。げっ歯類では、通常、動物性脂肪全体の20%未満です28。さらに、脂肪量の増加に伴う表面積の増加（ひいては熱損失の増加）によって断熱性の向上が相殺されるため、総脂肪量は個体の断熱性を示す最適な指標ではない可能性があります。
標準体重のマウスでは、TG、3-HB、コレステロール、HDL、ALT、ASTの空腹時血漿濃度は、ほぼ5週間、さまざまな温度で変化しませんでした。これは、マウスのエネルギーバランスが同じ状態だったためと考えられます。マウスの体重と体組成は、研究終了時と同じでした。脂肪量の類似性と一致して、血漿レプチンレベル、空腹時インスリン、Cペプチド、グルカゴンにも違いはありませんでした。DIOマウスでは、より多くのシグナルが見つかりました。22°Cのマウスも、この状態では全体的にエネルギーバランスがマイナスではありませんでしたが（体重が増加したため）、研究終了時には、体内のケトン体（3-GB）の産生が高く、血漿中のグリセロールとTGの濃度が低下するなどの条件で、30°Cで飼育されたマウスと比較して、相対的にエネルギー不足でした。しかし、脂肪分解における温度依存性の差は、副睾丸脂肪や鼠径脂肪の本質的な変化（アディポホルモン応答性リパーゼの発現の変化など）の結果ではないようである。なぜなら、これらの脂肪貯蔵庫から抽出された脂肪から放出されたFFAとグリセロールは、温度グループ間で互いに類似しているからである。本研究では交感神経緊張を調査しなかったが、他の研究では、マウスでは交感神経緊張は（心拍数と平均血圧に基づいて）周囲温度と直線関係にあり、30°Cでは22°C 20% Cよりもおよそ低いことが分かっている。したがって、温度依存性の交感神経緊張の差は本研究で脂肪分解に役割を果たしている可能性があるが、交感神経緊張の増加は脂肪分解を阻害するのではなく刺激するため、培養マウスでは他のメカニズムがこの低下に対抗している可能性がある。体脂肪の分解における潜在的役割。室温。さらに、交感神経緊張の脂肪分解に対する刺激効果の一部は、インスリン分泌の強力な抑制によって間接的に媒介されており、インスリンを中断するサプリメントが脂肪分解に及ぼす影響を浮き彫りにしている30が、私たちの研究では、異なる温度での空腹時血漿インスリンとCペプチド交感神経緊張は、脂肪分解を変化させるのに十分ではなかった。むしろ、エネルギー状態の違いが、DIOマウスにおけるこれらの違いの主な要因である可能性が高いことがわかった。正常体重マウスでEEによる食物摂取量のより適切な調節につながる根本的な理由については、さらなる研究が必要である。しかし、一般的に、食物摂取量は恒常性および快楽のきっかけによって制御されている31,32,33。2つのシグナルのどちらが量的により重要であるかについては議論があるものの31,32,33、高脂肪食品を長期摂取すると、ある程度恒常性とは無関係な、より快楽に基づいた食行動につながることはよく知られている。 . – 調節された食物摂取34,35,36。したがって、45% HFD を投与された DIO マウスの快楽的摂食行動の増加は、これらのマウスが食物摂取量と EE のバランスをとらなかった理由の 1 つである可能性があります。興味深いことに、食欲と血糖調節ホルモンの違いは温度制御された DIO マウスでも観察されましたが、正常体重のマウスでは見られませんでした。DIO マウスでは、血漿レプチン濃度は温度とともに上昇し、グルカゴン濃度は温度とともに低下しました。温度がこれらの違いにどの程度直接影響を与えるかはさらに研究する価値がありますが、レプチンの場合、脂肪量と血漿レプチンは高度に相関しているため 37、22°C でのマウスの相対的な負のエネルギー収支、ひいては脂肪量の低下は確かに重要な役割を果たしました。しかし、グルカゴン信号の解釈はさらに不可解です。インスリンと同様に、グルカゴン分泌は交感神経緊張の増加によって強く抑制されましたが、最も高い交感神経緊張は血漿グルカゴン濃度を示した 22°C グループで予測されました。インスリンは血漿グルカゴンのもう一つの強力な調節因子であり、インスリン抵抗性と2型糖尿病は空腹時および食後高グルカゴン血症と強く関連している38,39 。しかし、本研究のDIOマウスはインスリン非感受性でもあったため、これも22°C群でのグルカゴンシグナル伝達増加の主な要因ではなかった可能性がある。肝臓脂肪含量も血漿グルカゴン濃度の上昇と正の相関関係にあり、そのメカニズムとしては、肝臓グルカゴン抵抗性、尿素産生の減少、循環アミノ酸濃度の上昇、アミノ酸刺激性グルカゴン分泌の増加などが考えられる40,41,42 。しかし、本研究ではグリセロールとTGの抽出可能濃度に温度群間で差がなかったため、これも22°C群での血漿濃度上昇の潜在的要因ではなかった可能性がある。トリヨードチロニン（T3）は、全体的な代謝率と低体温に対する代謝防御の開始に重要な役割を果たしています43,44。そのため、血漿T3濃度は、おそらく中枢介在機構によって制御され45,46、熱中性条件よりも低い条件ではマウスとヒトの両方で増加しますが47、ヒトの増加は少なく、マウスの方がよりその傾向があることがわかります。これは、環境への熱放散と一致しています。現在の研究では血漿T3濃度を測定しませんでしたが、30°C群では濃度が低かった可能性があり、このことが、この群が血漿グルカゴンレベルに及ぼす影響を説明できる可能性があります。なぜなら、我々（更新された図5a）と他の研究者は、T3が用量依存的に血漿グルカゴンを増加させることを示しているからです。甲状腺ホルモンは肝臓でFGF21の発現を誘導すると報告されています。グルカゴンと同様に、血漿中FGF21濃度も血漿中T3濃度の上昇とともに増加した（補足図5bおよび文献48）。しかし、本研究ではグルカゴンと比較して、FGF21血漿濃度は温度の影響を受けなかった。この矛盾の根本的な理由は更なる研究が必要であるが、T3誘導性のFGF21誘導は、観察されたT3誘導性のグルカゴン反応よりも高いT3曝露量で起こるはずである（補足図5b）。
HFD は、22°C で飼育されたマウスの耐糖能障害およびインスリン抵抗性（マーカー）と強く関連することが示されている。しかし、温熱中性環境（ここでは 28 °C と定義）で育てられたマウスでは、耐糖能障害やインスリン抵抗性とは関連していなかった 19 。私たちの研究では、この関係は DIO マウスでは再現されなかったが、30°C で飼育された正常体重のマウスでは耐糖能が著しく改善した。この差の理由はさらに研究が必要であるが、私たちの研究での DIO マウスはインスリン抵抗性であり、空腹時血漿 C ペプチド濃度およびインスリン濃度が正常体重のマウスの 12～20 倍高かったという事実に影響されている可能性がある。また、空腹時の血中グルコース濃度は約 10 mM（標準体重では約 6 mM）であり、温熱中性条件への曝露が耐糖能を改善する潜在的な有益な効果をもたらす余地はわずかであると思われる。混乱を招く可能性のある要因として、OGTTは実用上の理由から室温で実施されます。そのため、高温で飼育されたマウスは軽度の寒冷ショックを経験し、これがグルコースの吸収／クリアランスに影響を与える可能性があります。しかし、異なる温度群における空腹時血糖値は同程度であったため、環境温度の変化が結果に大きな影響を与えなかった可能性があります。
前述のように、室温を上げると寒冷ストレスに対する反応が弱まる可能性があることが最近注目されており、マウスのデータをヒトに応用できるかどうかに疑問が生じています。しかし、マウスをヒトの生理学的特性を模倣するために最適な飼育温度は明確ではありません。この問いへの答えは、研究分野や研究対象によっても左右されます。例えば、食事が肝臓の脂肪蓄積、耐糖能、インスリン抵抗性に及ぼす影響などが挙げられます19。エネルギー消費量の観点から見ると、ヒトは体温を維持するために余分なエネルギーをほとんど必要としないため、飼育に最適な温度は温熱中性であると考える研究者もおり、成体マウスの片膝の温度を30℃と定義しています7,10。一方、成体マウスを片膝に乗せた状態でヒトが通常経験する温度は23～25℃であると考える研究者もいます。これは、温熱中性は26～28℃であり、ヒトの場合は約3℃低いことを根拠としています。彼らの下限臨界温度は、ここでは 23 ℃ と定義されていますが、わずかに 8.12 です。私たちの研究は、26 ～ 28 ℃ では熱的中性は達成されないとする他のいくつかの研究4, 7, 10, 11, 24, 25 と一致しており、23 ～ 25 ℃ では低すぎることを示しています。マウスの室温と熱的中性に関して考慮すべきもう 1 つの重要な要因は、単独飼育か群飼育かです。私たちの研究のように、マウスを個別ではなく群で飼育した場合、動物が密集しているためか、温度感受性が低下しました。しかし、3 群を使用した場合でも、室温は LTL の 25 を下回っていました。この点でおそらく最も重要な種間差は、低体温に対する防御としての BAT 活性の量的な重要性です。つまり、マウスは BAT 活性を増加させることで高いカロリー損失を補い、5 ℃ のみで EE の 60 % 以上になりますが 51,52、したがって、BAT活性を抑制することは、ヒトへの翻訳を促進する重要な方法となる可能性があります。BAT活性の調節は複雑ですが、多くの場合、アドレナリン刺激、甲状腺ホルモン、およびUCP114,54,55,56,57の発現の複合的な影響によって媒介されます。私たちのデータは、機能/活性化を担うBAT遺伝子の発現の違いを検出するには、マウスを22℃の環境下に置いている場合と比較して、温度を27.5℃以上に上げる必要があることを示しています。しかし、30℃と22℃のグループ間で認められた違いは、必ずしも22℃グループにおけるBAT活性の増加を示すものではありませんでした。これは、22℃グループにおいてUcp1、Adrb2、およびVegf-aの発現が低下していたためです。これらの予期せぬ結果の根本原因は未だ解明されていません。可能性としては、発現の増加は室温の上昇のシグナルを反映しているのではなく、むしろ除去当日にマウスを 30°C から 22°C に移動したことによる急性効果を反映している可能性があります (マウスは離陸の 5 ～ 10 分前にこれを経験しました)。
本研究の一般的な限界は、オスのマウスのみを研究したことです。他の研究では、性別が主な適応症において重要な考慮事項となる可能性があることが示唆されています。これは、シングルニーのメスのマウスは熱伝導率が高く、より厳密に制御された深部体温を維持しているため、温度に敏感であるためです。さらに、メスのマウス（HFD を摂取）は、同じ性別のマウス（この場合は 20 °C）をより多く摂取したオスのマウスと比較して、30 °C でのエネルギー摂取量と EE との関連性が高くなっています 20 。つまり、メスのマウスでは、体温以下の含有量の影響は高くなりますが、オスのマウスと同じパターンになります。本研究では、EE を調べる代謝研究のほとんどが実施されている条件であるシングルニーのオスのマウスに焦点を当てました。本研究のもう 1 つの限界は、マウスが研究全体を通して同じ食事を与えられていたことです。そのため、さまざまな主要栄養素組成の食事変化に対する RER の変化によって測定される代謝の柔軟性に対する室温の重要性を研究することはできませんでした。 20℃で飼育された雌および雄のマウスと、30℃で飼育された対応するマウスを比較した。
結論として、本研究では、他の研究と同様に、1周目の正常体重マウスは予測される27.5℃以上では体温中性となることが示されています。さらに、本研究では、正常体重マウスまたはDIOマウスにおいて肥満は主要な断熱要因ではなく、DIOマウスと正常体重マウスの温度：EE比は同程度であることが示されています。正常体重マウスの摂食量はEEと一致していたため、全温度範囲で体重は安定していましたが、DIOマウスの摂食量は異なる温度で同じであったため、30℃ではマウスの比率が高く、22℃では体重が増加しました。全体として、マウスとヒトの研究間では耐容性が低いことがしばしば観察されるため、体温中性温度以下での生活の潜在的な重要性を検討する体系的な研究が必要です。例えば、肥満研究において、一般的にトランスレーショナルリサーチの精度が低い理由の一部は、マウスの体重減少研究は通常、EEが上昇している室温で飼育された中程度の寒冷ストレスを受けた動物で行われるという事実によるものと考えられます。特に、作用機序が BAP の活性を高めることによって EE を増加させることに依存している場合（BAP は 30°C よりも室温でより活性かつ活性化される）、人の予想体重と比較した誇張された体重減少。
デンマーク動物実験法（1987年）、国立衛生研究所（出版物番号85-23）および実験およびその他の科学的目的で使用される脊椎動物の保護に関する欧州条約（欧州理事会番号123、ストラスブール、1985年）に準拠。
20週齢の雄C57BL/6JマウスはフランスのJanvier Saint Berthevin Cedexより入手し、12:12時間の明暗サイクルの後、標準飼料（Altromin 1324）と水（約22℃）を室温で自由に摂取させました。雄DIOマウス（20週齢）も同じ供給元から入手し、飼育条件下で45%高脂肪食（カタログ番号D12451、Research Diet Inc.、米国ニュージャージー州）と水を自由に摂取させました。マウスは研究開始の1週間前に環境に順応させました。間接熱量測定システムに移す2日前に、マウスの体重を測定し、MRIスキャン（EchoMRITM、米国テキサス州）を実施し、体重、肥満、標準体重に応じて4つのグループに分けました。
研究デザインの図解を図 8 に示します。マウスは、Sable Systems Internationals（米国ネバダ州）の密閉式で温度制御された間接熱量測定システムに移されました。このシステムには、餌と水の品質モニター、およびビームの遮断を測定することで活動レベルを記録する Promethion BZ1 フレームが含まれていました。 XYZ。マウス（n = 8）は、12:12 時間の明暗サイクル（明：06:00～18:00）で、寝具を使用し、シェルターや巣材を使用せずに、22、25、27.5、または 30°C で個別に飼育されました。 2500 ml/分。マウスは登録前に 7 日間順応させました。記録は 4 日連続で収集されました。その後、マウスはそれぞれの温度 25、27.5、30°C でさらに 12 日間飼育され、その後、細胞濃縮物が以下のように追加されました。一方、22°C に保たれたマウスのグループは、この温度でさらに 2 日間維持され (新しいベースライン データを収集するため)、その後、明期の開始時 (06:00) に 1 日おきに 2°C ずつ温度を上げ、30 °C に達した後、温度を 22°C に下げ、さらに 2 日間データを収集しました。22°C でさらに 2 日間記録した後、すべての温度ですべてのセルに皮膚が追加され、2 日目 (17 日目) から 3 日間データ収集が開始されました。その後 (20 日目)、明期サイクルの開始時 (06:00) にすべてのセルに巣材 (8～10 g) が追加され、さらに 3 日間データを収集しました。したがって、研究の終了時には、22°C に保たれたマウスは 21/33 日間この温度で、最後の 8 日間は 22°C で飼育され、他の温度のマウスは 33 日間この温度で飼育されました。研究期間中、マウスには餌が与えられた。
正常体重マウスとDIOマウスは、同じ試験手順に従いました。-9日目に、マウスの体重を測定し、MRIスキャンを実施し、体重と体組成が同等のグループに分けました。-7日目に、マウスはSABLE Systems International（米国ネバダ州）製の密閉式温度制御間接熱量測定システムに移されました。マウスは、寝具は敷き詰められましたが、巣やシェルター材は使用されず、個別に飼育されました。温度は22、25、27.5、または30℃に設定されました。1週間の順応期間（-7日目から0日目まで、動物は邪魔されず）の後、4日間連続してデータを収集しました（0日目から4日目、データは図1、2、5に示されています）。その後、25、27.5、および30℃に保たれたマウスは、17日目まで一定条件下で飼育されました。同時に、22℃群の温度は、光照射開始時の温度サイクル（6:00）を調整することにより、1日おきに2℃ずつ上昇させた（データを図1に示す）。15日目に温度は22℃まで下がり、2日間のデータを収集して、以降の処理のベースラインデータとした。17日目に全てのマウスに皮膚を装着し、20日目に巣材を装着した（図5）。23日目にマウスの体重を測定し、MRIスキャンを実施した後、24時間放置した。24日目には、マウスを光周期の開始時（6:00）から絶食させ、12:00にOGTT（2g/kg）を投与した（6～7時間絶食）。その後、マウスをそれぞれのSABLE条件に戻し、2日目（25日目）に安楽死させた。
DIOマウス（n = 8）は、正常体重マウスと同じプロトコル（上記および図8参照）に従いました。マウスはエネルギー消費実験を通してHFDの45%を維持しました。
VO2、VCO2、および水蒸気圧は、セル時間定数2.5分で1Hzの周波数で記録されました。食物と水の摂取量は、餌と水の入ったバケツの重量を連続的に（1Hzで）記録することにより収集されました。使用した品質モニターの分解能は0.002gでした。活動レベルは3D XYZビームアレイモニターを使用して記録され、データは内部分解能240Hzで収集され、有効空間分解能0.25cmで移動距離（m）を定量化するために毎秒報告されました。データはSable Systems Macro Interpreter v.2.41で処理され、EEとRERが計算され、外れ値（例：誤った食事イベント）が除外されました。マクロインタープリターは、すべてのパラメータのデータを5分ごとに出力するように設定されています。
体温はEEを調節するだけでなく、糖代謝ホルモンの分泌を調節することで、食後糖代謝を含む他の代謝側面も調節している可能性があります。この仮説を検証するため、正常体重マウスにDIO経口ブドウ糖負荷（2g/kg）を負荷し、体温を上昇させる実験を完了しました。実験方法については、別添資料に詳細に記載しています。
試験終了時（25日目）に、マウスは午前6時から2～3時間絶食し、イソフルランで麻酔し、後眼窩静脈穿刺により完全採血した。血漿脂質、肝臓中のホルモンおよび脂質の定量については、補足資料に記載している。
殻温が脂肪組織に内因的な変化を引き起こし、脂肪分解に影響を与えるかどうかを調べるため、マウスの鼠径部および精巣上体の脂肪組織を、出血最終段階後に直接摘出した。組織は、補足方法に記載されている、新たに開発されたex vivo脂肪分解アッセイを用いて処理した。
褐色脂肪組織 (BAT) は研究終了日に採取され、補足方法に従って処理されました。
データは平均±SEMとして提示されています。グラフはGraphPad Prism 9（カリフォルニア州ラホヤ）で作成され、グラフィックスはAdobe Illustrator（Adobe Systems Incorporated、カリフォルニア州サンノゼ）で編集されました。統計的有意性はGraphPad Prismで評価され、必要に応じて対応のあるt検定、反復測定の一元配置/二元配置分散分析（ANOVA）とそれに続くTukeyの多重比較検定、または対応のない一元配置分散分析（ANOVA）とそれに続くTukeyの多重比較検定によって検定されました。データのガウス分布は、検定前にD'Agostino-Pearson正規性検定によって検証されました。サンプルサイズは、「結果」のセクションの対応するセクションと凡例に示されています。繰り返しは、同じ動物（in vivoまたは組織サンプル）で行われた測定と定義されます。データの再現性に関しては、同様の研究デザインで異なるマウスを使用した4つの独立した研究で、エネルギー消費と体温との関連が実証されました。
詳細な実験プロトコル、材料、生データは、筆頭著者のRune E. Kuhre氏からの合理的な要請に応じて入手可能です。本研究では、新たな試薬、遺伝子組み換え動物／細胞株、またはシーケンシングデータは生成されていません。
研究デザインの詳細については、この記事にリンクされている Nature Research Report の概要を参照してください。
すべてのデータはグラフを形成します。1～7はScienceデータベースリポジトリ（アクセッション番号：1253.11.sciencedb.02284またはhttps://doi.org/10.57760/sciencedb.02284）に保存されています。ESMに表示されているデータは、適切な検査を行った後、Rune E Kuhreに送信されることがあります。
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Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 人間の温熱環境を模倣したマウスの最適な飼育温度: 実験的研究。 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 人間の温熱環境を模倣したマウスの最適な飼育温度: 実験的研究。Fischer, AW, Cannon, B.、および Nedergaard, J. 人間の温熱環境を模倣するためのマウスの最適な室内温度: 実験的研究。 Fischer, AW、Cannon, B. & Nedergaard, J. マウスは、人間の熱環境の最適な住居温度を模擬しました。 フィッシャー、AW、キャノン、B. & ネダーガード、J.Fisher AW、Cannon B、および Nedergaard J. 人間の温熱環境をシミュレートしたマウスの最適な飼育温度: 実験的研究。ムーア.代謝.7,161–170 (2018).
Keijer, J.、Li, M. & Speakman, JR マウスの実験結果を人間に適用する場合に最適な飼育温度はどれくらいですか? Keijer, J.、Li, M. & Speakman, JR マウスの実験結果を人間に適用する場合に最適な飼育温度はどれくらいですか?Keyer J、Lee M、Speakman JR マウスの実験結果を人間に移す場合に最適な室温はどれくらいですか? Keijer, J.、Li, M.、Speakman, JR 将小マウス实验转化が人間の最適な外気温はどのくらいですか? J. カイジャー、M. リー、JR スピークマンKeyer J、Lee M、Speakman JR マウスの実験結果を人間に移す場合の最適な殻温度はどれくらいですか?ムーア.代謝.25,168–176 (2019).
Seeley、RJ & MacDougald、OA 人間の生理学の実験モデルとしてのマウス: 飼育室内の温度が数度変わることが問題となる場合。 Seeley、RJ & MacDougald、OA 人間の生理学の実験モデルとしてのマウス: 飼育室内の温度が数度変わることが問題となる場合。 Seeley, RJ & MacDougald, OA Мыловека: когда несколько градусов в жилищеそうですね。 Seeley、RJ & MacDougald、OA 人間の生理学の実験モデルとしてのマウス：住居内の数度の変化が違いを生むとき。 Seeley, RJ および MacDougald, OA マウスは人間の生理学的実験モデルとして使用されました。適切な室内温度が重要です。 シーリー、RJ & マクドゥーガルド、OA RJ シーリー & OA マクドゥガルド как экспериментальная модель физиологии человека: когда несколько градусов температуры вそうです。 Seeley、RJ & MacDougald、OA マウスを人間の生理学の実験モデルとして: 数度の室温の変化が問題となる場合。国立代謝.3,443–445 (2021).
Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 「マウスの実験結果を人間に適用する場合に最適な飼育温度はどれくらいか？」という質問への答え。 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 「マウスの実験結果を人間に適用する場合に最適な飼育温度はどれくらいか？」という質問への答え。 Fischer, AW, Cannon, B. & Nedergaard, J. 「マウスの実験結果を人間に移す場合に最適な室温はどれくらいですか?」という質問への回答。 Fischer, AW、Cannon, B. & Nedergaard, J. 问题の回答案「ネズミを人間に変えるための最適な外気温はどのくらいですか?」 フィッシャー、AW、キャノン、B. & ネダーガード、J.Fisher AW、Cannon B、および Nedergaard J. 「マウスの実験を人間に移す場合の最適な殻温度はどれくらいですか?」という質問に対する回答。はい：熱中性です。ムーア。代謝。26、1-3（2019）。
投稿日時: 2022年10月28日
